PROSESING SEDIAAN PATOLOGI ANATOMI

Patologi Anatomi Adalah spesialis medis yang melakukan diagnosis penyakit berdasarkan pemeriksaan makroskopik, mikroskopik, molekul atas organ, jaringan, dan sel. Yang melakukan diagnosis penyakit berdasarkan patologi anatomi adalah Spesialis patologi anatomi

Spesialis patologi anatomi mendiagnosis penyakit seseorang berdasar pemeriksaan laboratorium. Ada beberapa teknik pemeriksaan di laboratorium patologi anatomi diantaranya pemeriksaan Histologi (morfologi jaringan) atau Sitologi (Morfologi sel). Pada pemeriksaan lab analis kesehatan(teknisi laboratorium) bertugas membuat sediaan/preparat jaringan atau sel yang didapat dari si pasien. Sediaan harus dibuat sebaik mungkin agar spesialis dapat melakukan diagnosis yang akurat.

Disini akan diuraikan secara singkat teknik pembuatan sediaan pemeriksaan sitologi dan pemeriksaan histologi dilaboratorium Patologi Anatomi.

A. Sediaan untuk Pemeriksaan Sitologi

Pada pemeriksaan sitologi yang diperiksa morfologi sel-sel cairan tubuh. Sediaan atau disebut duga preparat dibuat berupa apusan pada objek glass yang diwarani dengan pewarnaan tertentu.

1. Sediaan/preparat dengan pewarnaan metode Giemza

Tujuan : Terutama yang diperiksa adalah detail dari morfologi untuk memeriksa intisel, untuk melihat apakah sel tersebut sel normal, sel noeplasma jinak atau ganas.

Sampel : Aspirasi Jarum Halus (AJH), Endapan cairan yang telah disentrifuge

Bahan :

– Larutan pewarna giemza

– Larutan Phosfat buffer (ph 6,8)

– Methanol

Prosedur kerja :

1) Sediaan apus telah benar-benar kering di udara

2) Fiksasi dengan methanol minimal 5 menit

3) Cuci dengan aquadest, biarkan kering di udara

4) Tetesi dengan pewarna Giemsa dengan perbandingan (GZ : Bufer phosfat = 1:4)

5) Cuci dengan aquadest, kering diudara

6) Tutup EZ Mount

2. Sediaan/preparat dengan pewarnaan metode Papaniculo

Metode ini umumya digunakan untuk pewarnaan Papsmear (tapi terkadang ada juga selain papsmear diwarnai dengan metode ini).

Papsmear digunakan untuk mendignosis Kanker serviks. Melihat ada tidaknya sel ganas

Sampel : apusan daerah peralihan endoserviks.

Bahan:

-Haematoksilin mayer

-EA (Eosin alkohol) 65/EA 36

– Alkohol 95% dan Alkohol absolut

Untuk EA 65 isinya: Eosine Y, Phospotung stic acid, light green, alk. Absolute

Prosedur Kerja :

1) Sedian apusan difiksasi dengan alcohol 95% 15 menit

2) Air mengalir sampai bebas alkohol 5 menit

(rak preparat diletakan di wadah yang di beri air mengalir)

3) Mayer haematoksilin 3-5 menit

4) Air Mengalir 15 menit

5) –Alkohol 95% 10 kali celup

-Alkohol 95% 10 kali celup

6) EA 3-5 menit

7) –Alkohol 95% 5 kali celup

-Alkoho 95% 5 kali celup

– Alkohol absolute 5 kali celup

8) Keringkan diudara

9) Xylol/clearing

10) Tutup dengan EZ mount

Foto : peralatan pengecatan

Hal-hal yang harus diperhatikan untuk pembuatan sediaan/preparat papsmear:

– Pengambilan sampel harus mendapat sel-sel endoserviks sel-sel metaplasia dan sel-sel skuamosa (komponen daerah peralihan), harus harus sedikit mungkin mengandung darah.

– Sediaan harus segera difiksasi dengan alkohol 95%. Preparat yang kering belum difiksasi akan menyebabkan sel-sel rusak. Apabila tempat pengecatan jauh,setelah difiksasi keringkan dan masukkan kewadah yang dapat menjaga keamanan sediaan.

– Jika menggunakna hairspray tidak boleh terlalu dekat, karena akan menghapus atau tidak terfiksasi dengan baik.

*Kesalahan pada kriteria yang diatas bisa menyebabkan negatif

palsu.

*Kesalahan pada pewarnaan dan screening dapat menyebabkan positif palsu.

Hal-hal yang harus diperhatikan dalam pembuatan sediaan sitologi dan fiksasinya:

1. Objek glass harus benar-benar bersih, terus beri nomor sesuai data biar tidak tertukar,

2. ¾ luas kaca objek memanjang, kita apus merata,tidak terlalu tebal dan terlalu tipis

3. Segera fiksasi sesuai dengan pewarnaan yang akan digunakan

4. Untuk cairan, disentrifuge dahulu dan kemudian diambil untuk diproses

5. Untuk bahan sputum diambil bagian berwarna dan kental untuk dibuat pulasan. Bagian yang lain bisa gunakan sebagai sel blog.

B. Sediaan untuk Pemeriksaan Histologi

1. Tahap periksaan dimulai dari penerimaan sampel di tata usaha. Petugas penerima harus mengecek kembali sampel tidak boleh asal terima.

– Jaringan atau organ yang diterima harus dalam keadaan terfiksasi dengan formalin buffer 10%(perbandingan jaringan dan cairan fiksasi, 1:9 ) dan ditutup rapat.

* Buffer formalin 10% :

1. formaldehid 40% H.CHO = 100 ml

2. Sodium Phospat monobasic NaH2PO4.H2O = 4 gram

3. Sodium Phopat dibasic Na2HPO4 = 6.5 gram

4. Aquadest = 900 ml

– Identitas pasien harus dilengkapi seperti, nama, umur, jenis kelamin, alamat, pekerjaan,riwayat penyakit, Dibagian yang ingin diperiksa.

– Jenis sampel sampel harus di Cross check, apa sama jenis sampel yang ditulis dengan yang diterima

– Dan harus di tanya bagai mana menyampaian hasil pemeriksaan, Jika pasien ingin mengambil sampel sendiri harus ada surat pengantar.

– Nama dan alamat dokter pengirim sampel harus ada,

Dokter pengirim harus diingatkan jika ada yang tidak sesuai kriteria.

2. 2 Pemeriksaan Makroskopis

Pemeriksaan makaroskopis dilakukan oleh dokter tugas analis kesehatan/teknisi laboratorium mendampingi dokter, melakukan pencatatan hasil pemeriksaan dokter. Pada tahap ini dokter juga akan memotong jaringan yang dicurigai

3. Foto : Jaringan yang sudah dipotong

Processing Jaringan

Untuk prosessing jaringan memakai alat tissue prosessor automatic yang bekerja ± 18,5 jam(bisa diubah sesuai kebutuhan). Tahapan prosessing jaringan yaitu, Fiksasi, Dehidrasi, clearing, dan infiltrasi paraffin.

Foto : Tissue Automatics Prosessor

Tahapan kerja pada Tissue Automatics Prosessor

1) Fiksasi

Botol 1. Buffer Formalin 10% 2 jam

2) Dehidrasi

Botol 2. Alkohol 70% 1,5 jam

Botol 3. Alkohol 80% 1,5 jam

Botol 4. Alkohol 95% 1,5 jam

Botol 5. Alkoho absolute I 1,5 jam

Botol 6. Alkoho absolute II 1,5 jam

Botol 7. Alkoho absolute III 1,5 jam

3) Clearing

Botol 8. Xylol I 1 Jam

Botol 9. Xylol II 1,5 Jam

Botol 10. Xylol III 1,5 Jam

4) Infiltrasi paraffin

Botol 11. Paraffin cair I 1,5 jam

Botol 12. Paraffin cair II 2 jam

Jumlah 18,5 jam

Fiksasi

Tujuan : Untuk mempertahankan struktur sel sehingga menjadi stabil secara fisik dan kimiawi dan mencegah terjadi dialysis atau pembengkakan pada rupture.

Rumus yang digunakan untuk memonitor fiksasi baik atau buruk diuji dengan rumus:

d = k √t

d = ketebalan jaringan (mm)

t = waktu yang dibutuhkan/tersedia

k = ketetapan daya fiksir dari atas dan bawah (2 X ketetapan masing-masing fiksasi)

Ketetapan fiksasi formalin 10% = 0.78

Dehidrasi

Tujuan : untuk menghilangkan/menarik air dalam jaringan dengan cara mulai konsentrasi terendah sampai konsentrasi tinggi.

Clearing

Tujuan : Menarik keluar kadar alcohol yang berada dalam jaringan, memberi warna yang bening pada jaringan dan juga sebagai perantara mesuknya kedalam paraffin.

Zat yang sering dipakai Xylol, tapi bisa juga dipakai : benzol, benzene, toluol,dll.

Untuk jaringan otak dan limfonoid lebih baik menggunakan koloform.

Infiltrasi paraffin

Tujuan : Mengisi rongga atau pori-pori yang ada pada jaringan setelah setelah ditinggal cairan sebelumnya(xylol).

Jumlah waktu : 18,5 Jam

4. . Pengeblokkan

Tujuan : Agar mudah dipotong menggunakan mikrotom untuk mendapatkan irisan jaringan yang sangat tipis (sesuai yang diharapkan).

Foto : Cetakan

Cara Kerja :

1) Hangatkan paraffin cair, pinset, dan penutup cetakan

2) Parafin cair dituangkan kedalam cetakan

3) Jaringan dari prosessing dimasukan kedalam cetakan yang telah disi paraffin cair, tekan jaringan agar semakin menempel di dasar cetakan.

4) Tutup cetakan diambil, letakkan diatas cetakan dan di tekan.Pasang etiket di pinggir.

5) Biarkan sampai membeku

6) Setelah beku, keluarkan dari cetakan. Rapikan sisi-sisi blog. Ganti etiket dengan yang permanen

Foto : cetakan yang telah diisi jaringan dan paraffi

Foto : Blok jaringan

5. Pemotongan dengan Mikrotom

Foto : Mikrotom


1) Sebelum pemotongan Masukan kedalam plastik yang diisi air dan letakkan di freezer ±15 menit atau diberi batu es.

2) Blok dijepit pada mikrotom kemudian dipotong dengan pisau mikroto.

Kemiringan : ±300 , Tebal blok paraffin ±2-5mikron.

3) Hasil pemotongan (berupa pita/irisan tipis yang saling bersambung) dimasukkan kedalam waterbath yang diisi air yang sudah dihangatkan 50 0 C, kemudian diambil dengan kaca objek (Meletakkan potongan di waterbath tidak boleh terbalik).

Foto : Waterbath

Cttn : Pisau dan waterbath bisa diberi alcohol 50% untuk menurunkan tegangan permukaan yang membantu merentangkan pita.

Objek glass jangan diolesi albumin gliserin karena biasanya albumin bila diinkubasi akan mengeras.menjaga agat jangan lepas saat pengecatan

6. Inkubasi

Tujuan : Menguapkan air yang terbawa oleh hasil potongan hingga jaringan menempel lebih kuat.

Cara kerja : inkubasi preparat di atas hot plate dengan suhu±500 C(dibawah titik cair paraffin) selama 15 menit

  • · Sebaiknya dialasi dengan kertas merang.
  • · Untuk pengecatan imunnohistokima inkubasi 390C selama 1 malam

7. Pengecatan

Umumnya dalam pengecatan histopatologi digunakan cat Hetatoxylin-Eosin (HE) disamping cat khusus (PAS, gomori, ZN, Malory, dll) dan cat yang lebih khusus yaitu immunohistokimia (ER, PR, CD20, LMP, dll)

Foto : Peralatan pengecatan

Proses pengecatan :

1) Deparafinisasi

Preparat masuk ke Xylol I, II, dan III masing-masing 3 menit

Setelah itu dilap pinggir jaringan dengan kain kasa.

2) Rehidrasi

Preparat masuk ke alcohol 100%, 95%, 80%, 70% masing-masing 2 menit

3) Preparat masuk ke air mengalir 3 menit

(air mengali ditampung dalam wadah )

Sebelumnya celup kedalam dua mangkok air 3 celup

4) Pengecatan Inti 7 menit

Preparat masuk ke dalam Meyer hematoksilin

5) Preparat masuk ke air mengalir 3 menit

(air mengali ditampung dalam wadah )

Sebelumnya celup kedalam dua mangkok air 3 celup

6) Counter Stain

Preparat masuk ke larutan eosin 7 celup

7) Preparat Masuk ke air wadah I, II, dan III 3 celup

8) Dehidrasi

Preparat masuk ke dalam alcohol 70 %, 80%, 95%,100% 3 celup

Setelah itu Dilap dengan kain kasa sekitar jaringan

dan tunggu sampai kering

9) Clearing

Preparat masuk Ke Xylol I, dan II masing-masing 2 menit

10) Mounting

11) Preparat diberi 1 tetes entelan dan ditutup objek glass

Foto : Preparat/sediaan histologi

Ket :

Deparafinisasi

Tujuanya : Berfungsi melarutkan/melepaskan paraffin yang melekat pada preparat.

Rehidrasi

Berfungsi menghilangkan xylol yang terbawa oleh preparat dan memasukan air kedalam jaringan

Air mengalir

Melepaskan sisa cat atau cairan yang terbawa sebelumnya

Meyer Hematoksilin

Memberikan warna biru pada inti sel

Eosin

Memberi warna merah pada sitoplasma, jaringan ikat,dll

Dehidrasi

Melepaskan aira yang terbawa preparat

Clearing

Melepastan alcohol yang terbawa oleh preparat dan memberi warna bening pada preparat

Mounting

Memberi warna cerah dan sebagai pelindung dan pengawet jaringan dari mikroba dan bakteri.

(DARI http://n1nt1.blogspot.com/)

Advertisements

Leave a comment

Filed under Uncategorized

FROZEN SECTION TECHNIQUE

A method for preparation of frozen sections

The basics                                   

Start with a sharp blade  

 I find that I always get my best quality section with a new sharp blade.  I think some of the places we try to save money in medicine are a bit “pound foolish”. Your patients surgery is costing thousands of dollars. Hundreds of dollars are spent on disposables including lap pads, gloves, sponges, drapes, cautery, needles, needle magnets, BP cuff, IV tubing, ……..
We are conserving pennies on what may be the most important decision impacting on the procedure. Yet some will risk quality by trying to get “20 shaves” out of a disposable blade.

 In my practice I treat every patient to a new section of blade. I will change it as soon as my section quality begins to fall. Some tissues such as tough collagenous tissues or calcified tissues will quickly dull the blade. If I’m having trouble getting a good section with a new blade on occasion I have changed to a second  new blade and easily prepared a quality section. 

Safety Tip   If you cut yourself on a blade used on only one patient, you will have minimized your risk of transmittable disease. If you cut yourself on a blade that has been used for days, it is like sleeping with numerous partners……without the fun! In this day and age of doing FNA’s with ridiculously flexible long safety needles and using annoying safety scalpels, we can justify using a sharp blade for safety reasons……and get the benefit of awesome frozens every time!

Sitting or standing

I always sit on a stool when I cut. I am hoping you learn to use the brush as an articulate fine instrument, capable of the delicately maneuvering of a  microscopically thin snowflake of tissue while in flight! Why would you want to do this hunched over with you neck hyper extended? This position is fine if you are bending over to look in a hole in fear of an animal jumping out at you! But for cutting a frozen section you want to be relaxed and comfortable so that you will have maximum control in your left hand.

The Brush


I’m a brush user. I believe everyone must first learn to be good with a brush. I consider starting a student on the anti-roll devise like putting a child on crutches before they learn to walk. The purpose of the brush is to grab and maneuver the section across the stage. The unless you have perfect temperature, a cold section will by nature trying to curl up and pull away from the brush. For this reason I use a brush with stiff bristles and a fairly wide gripping surface.  I have found Chinese boar bristles to be the stiffest and work the best for me. You can buy and 1/4 inch #2 flat or bright brushes from an art supply store for about $3 and cut them at an angle. With this angled tip, the brush  meets the tissue flat like a broom because the brush is held at an angle. I never understood why anyone would want to use the flimsy camel hair brushes. The section can easily pull away from these flexible hairs.

I am now making these brushes availablefor anyone who would like to try them. See apparatus

  Holding the brush

Hold the brush like a pen in the left hand and stabilize the hand by gently resting the side of the fifth finger on the stage (or where ever you can find a place depending on your hand size and cryostat). This gives the operator great dexterity and allows for conservation of movement. Focus on developing your dexterity so you can control the brush like a fine instrument. Could you catch a snowflake as it is falling? I cut the brush at an angle which approximates the angle I hold the brush in my hand. This results in the brush meeting the tissue flat over its 1/4 ” length.

 

 

 

 

  Turning the wheel

Turn the wheel in a continuous uniform motion without hesitation.  I have seen many frozen sectionists using a brush stop at the beginning of the section, slowly grab the tissue and then start to turn the wheel. In my experience this practice adds to potential artifacts at the beginning of the section, potential variations in thickness, and leads to difficulties when approaching tissues containing fat. With practice, by holding the brush as I described, the operator is capable of grabbing the tissue in a continuous motion, which began before the tissue meets the knife and continues through the complete section. .

Movement of the brush


As the block begins to move toward the knife the brush moves downward in pace with the block. The brush can gently rest on the bottom 2mm of the block and “ride the block” pulling away just as the block meets the knife. It is the downward movement of the brush that allows you to keep a continuous motion as you grab the section.

It is like handing off a baton in a relay race. The second runner must run along side the first runner for the handoff. The baton never slows down. If the second runner was stopped the first runner would have to slow to a stop and the second runner would have to accelerate with the baton again.

As the first few millimeters of the section passes the knife there will be some degree of curling of the section. As the curl begins, the brush in motion will catch the edge of the tissue and change to a horizontal  motion toward you . The path of the brush is an “elbow” shape down and then toward you in a continuous motion. It is important to pull the tissue toward you rather than to press it to the cryostat stage. Pressing tissue to the cryostat stage sometimes result in adhesion of the tissue to the stage, especially if the tissue is fatty. This will result in a smeared section and a need to clean the stage.  This motion of grabbing and guiding the tissue is like pulling a blanket over you in bed. As the brush returns to grab the next section it completes a continuous elliptical  motion. The continuous repeated sectioning of a block becomes like turning the pedals of a bicycle. Both hands are circling in synchrony.

Having blocks prepared with a “handle” of embedding medium makes this job easier without having to engage the tissue with the brush.

 

1) As the block descends toward the brush  the brush keeps pace with the block by gently resting on the bottom 2-3 mm of the block and “Riding the block”

2) As the block meets the blade and the sections begins it’s curl the brush leaves the block while catching the curling edge of the section. “Catching the curl”

3) The brush jumps off the block with the curl. “The brush jumps over the blade”

3) The brush holding the curl pulls the section horizontally over the stage like a pulling the covers over you in bed without pressing the tissue to the stage. “Pull over the blanket”

 

Retrieving the section                      

Tissue can be picked up from the cryostat stage or from the block. I routinely pick sections up from the stage. When the section is complete the tissue can be picked up by holding the slide just above the section and angle the slide down to touch a portion of the tissue. Static attraction will draw the section to adhere to and quickly melt on to the warm slide  Having a few millimeters “handle” of embedding medium surrounding the tissue is an advantage. This extra medium allows a margin of error for curling or flipping at either end before it involves the tissue. If I am having particular difficulties with the section I can stop the section before the last 2 mm. of embedding medium leaving the section attached to the block This allows a fixed edge of the section against which to stretch the section with the brush. Occasionally when faced with a difficult situation I may have more luck retrieving the section from the block. This can sometimes offer a solution to problems arising from curling or fat sticking to the stage. Some operators prefer this technique for the majority of their sections. To retrieve from the block the tissue is cut through and stopped when the handle of medium on the far side of the tissue is reached. At this point the crank is moved backward and the block is reversed away from the knife. The section is uncurled downward with the brush over the face of the block and the section is picked up off the block face rather than the stage .

 

  Retrieving from stage  Slide levers down to gently touch the section which will float onto the slide with static or cohesive attraction. Try avoid stretching or folding the section during this process by keeping the a steady hand and the transverse axis of the slide parallel to the section.

 

Retrieving from the block

 1) A section is cut leaving an attachment of medium at the top

 2) The wheel is turned in opposite direction bring the section back to the face of the block.

 3) Section is retrieved by placing the slide over the tissue on the face of the block.

 

 Rapid fixation

As I mentioned earlier I hold the slide in my right hand as I turn the wheel. The moment the section is complete, I immediately pick up the tissue on the slide and in a moment it is placed into fixative.
Have your fixative opened in an immediately reachable location. Start with the slide in your hand. If  am using a staining rack I keep it outside the fixative jar so it does not impede my swift motion. I first fix the slide in 95% ETOH then put it in the rack

If there is delay in fixing the tissue there will be significant drying artifact. In my experience when the frozen section is sitting cold on the stage the effect of drying is minimal. From the time the tissue touches a warm slide it starts to under go significant drying artifact with loss of nuclear detail and leakage of fluids from the cytoplasm. The examples below show the same tissue  after 15 seconds delay of fixation on a warm slide and sections fixed immediately . The differences are striking. It also demonstrates the quality of cytology possible by frozen section using this system.

 1) Bronchiolo-alveolar Carcinoma – 15 seconds drying    2) Same tissue immediately fixed 95% ETOH 1) Kidney tubules -15 seconds drying 2) Same tissue immediately fixed in 95% ETOH

Thickness of the section

For general surgical pathology I recommend cutting at six microns. This thickness will give a
rich stain which is easier to interpret at scanning powers of 2x and 4x where pathologists gather much of their information. Very thin sections will often look pale at these powers and fine details are easy to miss. A six micron section will afford a moment more time to avoid drying artifact. There will also be less  nuclear “holes” visible from ice crystal artifact.
Specialized situations may call for thinner or thicker sections.

Thickness must be confirmed visually. In FS technique III I will show sections of various thicknesses.  In my experience cryostats will not repeatedly cut perfect six micron sections unless all conditions are correct and the sections are being cut repeatedly in uniform motion. The change of surface temperature of the block resting between sections will result in warming and expansion and a thicker section will be cut. This is often followed by a very thin section.  When warmed with the hand the first section will often be thicker. When cutting I always let the first two sections pass then continue on to take to the next section if it appears to be the correct thickness. This is another reason why we want to become skilled with the brush so that we can continuously cut the sections until we are satisfied that we have a section of the correct thickness without other artifacts.

Staining the sections

Individual staining recipes are a matter of pathologist preference. My only advice is not to rush any step of the staining process and to keep all stains and solutions fresh and well maintained. Gentle agitation is helpful in speeding the process and keeping the staining uniform, but the type of tissue and its adhesive nature should be considered (see below). 

When staining I find that looking at the slide after it leaves the bluing agent is a good way to access the adequacy of the stain.
Get to know the color and shade of a well stained slide as compared to a lightly stained slide. In our hematoxolin I look for a specific navy blue tone to tell me it is stained well. Keep in mind the thickness of the tissue and the amount of nuclear material will make the slide appear lighter or darker. However the is a particular tone of blue that tells me the slide is well stained. Make your own observations. The idea is to check the slide before continuing on with the staining.

I like many pathologists make the large part of my observations at scanning powers i.e. 2x or 4x magnification. At these powers looking at an under stained slide is like driving in a snowstorm, you really don’t see much. When looking at lymph nodes for metastatic disease I give particular attention to deep rich staining, especially the eosin. If the eosin stain is rich, the the pale pink cytoplasm of a sinus histiocyte can be more easily distinguished from the tumor cell cytoplasm which may be more eosinophilic or clear more clear.

Why did my tissue fall off?

I’m not sure what the scientific explanation for the adhesion of tissue to the glass slide but I would guess it has something to do with weak bonding at a molecular level  conveyed by the fluids in the fresh tissue to the glass. Anyone who knows the explanation please let me know. I arrived at this explanation because in my experience the dryer the tissue tissue the less tendency it has to adhere and if it has been in formalin it seems to have had any tendency to adhere “washed away”; the “juicier” tissues adhere better. I like to think of them as having “more glue” In my experience I can list several situations where I have experienced sections coming off the slide in the staining process. Obviously over agitating loosely held tissues will shake then off.

1) Very dry tissues either by nature or desiccation. “Less glue”

2) Large ratio of perimeter to area. Thin strips that have a large perimeter to catch the turbulence of the motion in the stain jars can easily fall off the slide. This is especially true if thin fibrous walled cysts which are not very “juicy” tissues to begin with. Also includes in this are amorphous necrotic tissues which have no integrity  holding them together. This also applies to very thick sections which have a thicker wall to grab the turbulence.

3) Ammonia bluing reagent is too concentrated.-If you use ammonia for bluing my rule is  if I can smell it without putting my nose up too it its too strong.

4) 100 % Etoh instead of 95%. I have on occasion had someone place 100% Etoh in my fixing jar instead of 95%. In my experience tissue will not stay on the slide.

5) A section is placed over embedding medium which is already on the slide. When placing multiple sections on a slide be careful to not overlap the tissue onto the embedding medium of the neighboring section.

1 Comment

Filed under Uncategorized

KANKER LEHER RAHIM DAN PAP SMEAR

Salah satu cara untuk melakukan deteksi dini terhadap kanker serviks (leher rahim) adalah dengan melakukan pemeriksaan pap smear. Meski kini sudah ada alat tes untuk mendeteksi kuman human papillomavirus (HPV) penyebab kanker serviks, namun tes pap smear masih sebagai cara terbaik untuk deteksi kanker serviks.

Penelitian terbaru menyebutkan tes untuk human papillomavirus (HPV) tidak mungkin untuk menggantikan tes pap smear konvensional sebagai alat skrining kanker leher rahim (kanker serviks).

Skrining dengan pap smear biasanya dilakukan pada wanita dengan usia lebih dari 30 tahun. Perempuan usia di bawah 21 tahun tidak disarankan oleh American College of Obstetricians and Gynecologist (ACOG) melakukan pap smear karena kekebalan tubuhnya masih bagus.

Pap smear di usia terlalu muda malah akan memberikan tekanan mental karena kekhawatiran yang berlebihan tentang kanker. Kekebalan tubuh perempuan di bawah 21 tahun juga bagus sehingga jarang terkena kanker leher rahim.

“Skrining (pap smear) kanker serviks merupakan cerita sukses kesehatan masyarakat. Jumlah perempuan meninggal akibat kanker serviks telah berkurang setengahnya karena skrining secara rutin,” kata Dr. Evelyn Whitlock P., seorang spesialis kedokteran preventif dari Kaiser Permanente Center for Health Research in Portland, Oregon seperti dikutip dari MSNHealth, Selasa (18/10/2011).

Preventive Services Task Force Amerika Serikat telah menerbitkan pedoman untuk skrining kanker serviks pada tahun 2003 yang telah diperbaiki dan diterbitkan Annals of Internal Medicine pada 18 Oktober 2011.

Untuk membandingkan dua jenis pengujian, para peneliti menganalisis 4 penelitian yang meliputi hampir 142.000 perempuan. HPV telah menyebabkan banyak kasus kanker serviks. Sehingga menggabungkan tes HPV ke dalam program skrining kanker serviks akan dapat lebih efektif.

Namun para peneliti menemukan bahwa sebagian besar tes HPV memiliki hasil positif palsu. Hasil positif palsu dapat menyebabkan biaya perawatan yang tidak diperlukan dan kecemasan bagi banyak wanita.

“Menurut laporan baru, tes HPV lebih sensitif tetapi kurang spesifik dibandingkan tes pap smear. Hal tersebut menyebabkan lebih banyak perempuan yang sebenarnya tidak ada kondisi yang salah dengan kesehatannya namun memliki hasil tes HPV positif, dan hal tersebut dapat menyebabkan kerusakan potensial,” kata Dr. Whitlock.

Selama tes pap smear, goresan sel dari leher rahim wanita dan diperiksa di laboratorium. Suatu jenis tes pap smear disebut sebagai tes sitologi berbasis cairan, dan pengujian untuk HPV dapat dilakukan pada waktu yang sama.

Bagaimana jalannya pemeriksaan pap smear?

Pasien perempuan nantinya diminta duduk di kursi ginekolog (duduk mengangkang), lalu dokter akan mengambil sampel lendir dari mulut rahim mengguna spatula. Sampel ini akan diperiksa di bawah mikroskop. Pengambilan lendir ini bisa berjalan cepat dan tidak sakit jika si pasien rileks.

Ada beberapa cara yang bisa dilakukan untuk mencegah kanker serviks:
1. Terapkan pola hidup sehat agar sistem kekebalan tubuh terjaga.
2. Jauhi merokok.
3. Hindari seks sebelum menikah atau di usia belasan tahun.
4. Hindari berhubungan seks selama masa haid
5. Hindari berhubungan seks dengan banyak partner.
6. Rutin menjalani tes pap smear.

7. Melakukan vaksinasi

1 Comment

Filed under Uncategorized

PAP SMEAR PROCEDURE

Conventional cytology

In the conventional Pap smear, the physician collecting the cells smears them on a microscope slide and applies a fixative. In general, the slide is sent to a laboratory for evaluation.

Studies of the accuracy of conventional cytology report: Proper sample acquisition is crucial to the accuracy of the test; therefore, a cell that is not in the sample cannot be evaluated.

Studies of the accuracy of liquid based monolayer cytology report:

sensitivity 61% to 66% (e.g. types 16,18,31,45) that are more likely to develop Cervical Intraepithelial Neoplasia due to the effects that HPV has on DNA.

Studies of the accuracy of HPV testing report:

sensitivity 88% to 91% (for detecting CIN 3 or higher)
specificity 73% to 79% (for detecting CIN 3 or higher) If the specificity does decline, the result is increased numbers of false positive tests and, for many women that did not have disease, an increased risk for colposcopy and treatment. A worthwhile screening test requires a balance between the sensitivity and specificity to ensure that those having a disease are correctly identified as having it and those without the disease are not identified as having it. Due to the liquid based pap smears’ having a false negative rate of 15-35%, the American College of Obstetricians and Gynecologists and American Society for Colposcopy and Cervical Pathology have recommended the use of HPV testing in addition to the pap smear in all women over the age of 30.

Regarding the role of HPV testing, randomized controlled trials have compared HPV to colposcopy.

HPV testing appears as sensitive as immediate colposcopy while reducing the number of colposcopies needed. Randomized controlled trial have suggested that HPV testing could follow abnormal cytology
Automated analysis

In the last decade, there have been successful attempts to develop automated, computer image analysis systems for screening.

Although, on the available evidence automated cervical screening could not be recommended for implementation into a national screening program, a recent NHS Health technology appraisal concluded that the ‘general case for automated image analysis had probably been made’ .

Automation may improve sensitivity and reduce unsatisfactory specimens. Two of these has been FDA approved and functions in high volume reference laboratories, with human oversight.

1 Comment

Filed under Uncategorized

DEPARTEMEN PATOLOGI ANATOMI FK USU

SEJARAH SINGKAT

Bagian Patologi Anatomi didirikan pada tahun 1954, dibawah pimpinan dr. Darwis Dt. Besar yang berpengalaman sebagai asisten dibidang Patologi NIAS Surabaya sekitar tahun 1930.

Kuliah pada waktu itu hanya diberikan sekali seminggu, oleh karena beliau bertempat tinggal di Tanjung Balai, dan hal ini berlangsung sampai tahun 1955 pada saat beliau akhirnya pindah ke Medan selaku Direktur RSU Medan.

Kuliah Patologi pada tahun 1953 – 1955 diberikan diruang kuliah Jl. Seram dan di RSUPP Medan, pada tahun 1955 – 1958 digedung asrama mahasiswa Jalan dr. T. Mansoer dan sejak tahun 1958 sampai sekarang di komplek Jalan dr. T. Mansoer. Pada tahun 1957 – 1959 Dr. H. G. P Kern dari Laboratorium Kesehatan Daerah di Medan diperbantukan pada bagian ini dan pada saat itu mulai dilaksanakan praktikum yang bertempat di Laboratorium Kesehatan Daerah.

Kemudian dr. Med. H. G. P Kern kembali bertugas dari tahun 1961 – 1966 sebagai tenaga tetap dan sejak tahun 1962 praktikum mulai lagi bertempat di ruang Histologi di komplek Fakultas Kedokteran USU Jl. Dr. T. Mansoer.

Kegiatan pemeriksaan histopatologi dalam pelayanan kesehatan masyarakat, semula dipusatkan di Laboratorium Kesehatan Daerah dibawah pimpinan Dr. Med. H. G. P. Kern. Setelah beliau meninggalkan Indonesia pada tahun 1966, maka pelayanan ini tidak lancar. Barulah pada tahun 1968 pelayanan kesehatan masyrakat ini dibuka kembali yang dipimpin oleh dr. Waldemar Tambunan bersama Staf Bagian Patologi Anatomi dan dilaksanakan melalui kerjasama dengan Bagian Patologi Fakultas Kedokteran Universitas Andalas yang dipimpin oleh Prof. Wijaya Hakim dan berlangsung hingga tahun 1969.

Sejak tahun 1970 Kepala Bagian Patologi Anatomi dipegang oleh seorang ahli Patologi yang semula bertugas di Fakultas Kedokteran Universitas Sriwijaya yaitu Dr. Soegito Husodowijoyo, Sp.PA dan selanjutnya secara bergantian dipimpin oleh ahli Patologi yang berasal dari Fakultas Kedokteran USU.

Bagian Patologi Anatomi yang semula bertempat di Kampus Pusat Lt. I Fakultas Kedokteran USU sejak tahun 1999 pindah ke Jl. Universitas No. 1 Lt. II sampai sekarang ini. Dan sekarang Laboratorium Patologi Anatomi ada di Fakultas Kedokteran USU, RS Haji Adam Malik dan RSU Dr. Pirngadi Medan yang bertugas disamping melayani masyarakat tapi juga sebagai pusat pendidikan mahasiswa kedokteran dan keahlian Patologi Anatomi sampai sekarang ini.

DATA STAF PENGAJAR SEKARANG

  1. dr. H. T. Ibnu Alferraly, M.Ked (PA) .Sp.PA D.Bioet (Ketua Departemen)
  2. dr. Lidya Imelda Laksmi, M.Ked (PA) Sp.PA (Sekretaris Departemen)
  3. Prof. dr. H. M. Nadjib Dahlan Lubis, Sp.PA(K) (Koord. Riset)
  4. dr. H. Delyuzar, M.Ked (PA) Sp.PA(K) (Ketua Program Studi)
  5. dr. Betty, M.Ked (PA) Sp.PA (Sekretaris Program Studi)
  6. dr. T. Kemala Intan, M. Pd (Kood. Pendidikan)
  7. dr. H. Soekimin, Sp.PA(K)
  8. dr. H. Joko S. Lukito, Sp.PA(K)
  9. dr. Jessy Chrestella, M.Ked (PA) Sp.PA
  10. dr. Causa Trisna Mariedina, M.Ked (PA) Sp.PA
  11. dr. Sumondang M. Pardede, M.Ked (PA) Sp.PA
  12. dr. Jamaluddin, M.Ked (PA) Sp.PA
  13. dr. Sutoyo Eliandi, M.Ked (PA) Sp.PA

DATA PPDS – 1 BAGIAN PATOLOGI ANATOMI

  1. dr. Ainun Mardiah, M. Ked (PA)
  2. dr. Alya Amila Fitrie   , M. Kes
  3. dr. Lita Feriyawati, M. Kes
  4. dr. Megasari Sitorus, M. Kes
  5. dr. Sufitni , M. Kes
  6. dr. Dwi Rita Anggraini, M. Kes
  7. dr. Lokot Dona Lubis
  8. dr. Feby Yanti Hrp
  9. dr. Radita N. A. Ginting
  10. dr. Rita Juliana Pohan
  11. dr. P. Poida B. Gurning
  12. dr. Ina Farida Rangkuti
  13. dr. Dahliani Waruwu
  14. dr. Reza A. Digambiro
  15. dr. Nancy S. Tambunan
  16. dr. Yessi D. A. Dewi
  17. dr. Causa T. Mariedina
  18. dr. Fitri D. Ismida
  19. dr. Nurlela
  20. dr. Edi Karina Sembiring
  21. dr. Hilda Fitriyani
  22. dr. Indri Mahrani
  23. dr. Ren Astrid Allail siregar
  24. dr. Dedy Suryadi
  25. dr. Roza Rita
  26. dr. Mei Ika Margareth christin
  27. dr. Adeline Leo
  28. dr. Adeodata Lily Wibisono
  29. dr. Tri Puji Asmiati
  30. dr. Tania Maretna
  31. dr. Ricky Alianto
  32. dr. Hutabarat Hotma H. A
  33. dr. Rini Flora Doloksaribu
  34. dr. Rini Syahrani Harahap
  35. dr. Anna Mariana
  36. dr. Fitrika Linda Dahlan
  37. dr. Rizmeyni Azima
  38. dr. Indra Yacob
  39. dr. Suriany
  40. dr. Irmayani Sinaga
  41. dr. M. Taufik Siregar
  42. dr. Fadhilaturrahmi
  43. dr. Fiora Octrin Purba
  44. dr. Fahmi Irsan Nasution
  45. dr. Epi Nurani
  46. dr. Febri Susanto
  47. dr. Megawati Tambunan
  48. dr. Irwandi
  49. dr. Fajriani
  50. dr. Hengky Ardian
  51. dr. Johan Sahmulia
  52. dr. Fatri Susandra
  53. dr. Sylvia Hilda

 

YANG PERNAH MENJABAT SEBAGAI KETUA DEPARTEMEN

  1. dr. Med. H. G. P. Kern
  2. Prof. dr. H. A. Darwis Datuk Batu Besar
  3. Dr. Soegito Husodowijoyo, Sp.PA
  4. Prof. Gani W. Tambunan, Sp.PA(K)
  5. Prof. dr. H. M. Nadjib Dahlan, Sp.PA(K)
  6. dr. H. Soekimin, Sp.PA
  7. dr. H. Joko S. Lukito, Sp.PA
  8. dr. T. Ibnu Alferraly, Sp.PA

YANG PERNAH MENJADI STAF PENGAJAR

  1. Prof.dr.H. Darwis Datuk Batu Besar
  2. dr. Med. H. G. P. Kern
  3. dr. Jules Hutagalung
  4. dr.Hophoptua Siahaan
  5. dr. Edward Tampubolon
  6. dr. Advent Barus
  7. dr. A. H. Sutanto
  8. dr. Yustin Simatupang
  9. dr. Aslin Sahur
  10. dr. Togi H. Panggabean
  11. dr. Emil Taufik
  12. dr. Alex Tandean
  13. dr. Tan Gek Swan
  14. dr. Muchsin Hasibuan
  15. dr. Fen Olof Manik
  16. dr. Emil Rizek Darwis
  17. dr. Rosma Yenny Anwar
  18. dr. Lukman Hakim Zein
  19. dr. Gerhard S. Panjaitan
  20. dr. Delfi Lutan

1 Comment

Filed under Uncategorized

HISTOPATOLOGI

Pembuatan sediaan dari suatu jaringan dimulai dengan operasi, biopsi, atau autopsi. Jaringan yang diambil kemudian diproses dengan fiksatif yang akan menjaga agar sediaan tidak akan rusak (bergeser posisinya, membusuk, atau rusak). Fiksatif yang paling umum digunakan adalah formalin (10% formaldehida yang dilarutkan dalam air).


Sampel jaringan yang telah terfiksasi direndam dalam cairan alkohol bertingkat untuk menghilangkan air dalam jaringan (dehidrasi). Selanjutnya sampel dipindahkan ke dalam toluena untuk menghilangkan alkohol (dealkoholisasi). Langkah terakhir yang dilakukan adalah memasukkan sampel jaringan ke dalam parafin lalu dipotong tipis menggunakan mikrotom. Pemotongan dengan mikrotom ini akan menghasilkan lapisan dengan ketebalan 5 mikrometer. Lapisan ini kemudian diletakkan di atas kaca objek untuk diwarnai. panas yang menginfiltrasi jaringan. Selama proses yang berlangsung selama 12-16 jam ini, jaringan yang awalnya lembek akan menjadi keras sehingga lebih mudah dipotong menggunakan mikrotom. Pemotongan dengan mikrotom ini akan menghasilkan lapisan dengan ketebalan 5 mikrometer. Lapisan ini kemudian diletakkan di atas kaca objek untuk diwarnai.


Pewarnaan perlu dilakukan karena objek dengan ketebalan 5 mikrometer akan terlihat transparan meskipun di bawah mikroskop. Pewarna yang biasa digunakan adalah hematoxylin dan eosin. Hematoxylin akan memberi warna biru pada nukleus, sementaproses pembuatan spesimen histologi, tergantung pada jaringan yang ingin diamati. Ilmu yang mempelajari pewarnaan jaringan disebut histokimia.


Leave a comment

Filed under Uncategorized

IMMUNOHISTOKIMIA

Imunohistokimia adalah metode untuk mendeteksi protein di dalam sel suatu jaringan dengan menggunakan prinsip pengikatan antara antibodi dan antigen pada jaringan hidup. Pengecatan imunohistokimia banyak digunakan pada pemeriksaan sel abnormal seperti sel kanker. Molekul spesifik akan mewarnai sel-sel tertentu seperti sel yang membelah atau sel yang mati sehingga dapat dibedakan dari sel normal.

Pemeriksaan ini membutuhkan jaringan dengan jumlah dan ketebalan yang bervariasi tergantung dari tujuan pemeriksaan. Umumnya jaringan yang berasal dari tubuh akan dipotong menjadi potongan yang sangat tipis dengan menggunakan alat yang disebut vibrating microtome.

Beberapa contoh imunohistokimia yang banyak digunakan antara lain :

Carcinoembryonic Antigen (CEA) mengidentifikasi adenocarcinoma. Sifat kurang spesifik.
Cytokeratins mengidentifikasi carcinoma, namun dapat pula member hasil positif pada kasus sarcoma.
CD 15 dan CD 30 digunakan untuk penyakit Hodgkin
Alpha Fetoprotein untuk tumor yolk sac dan kanker sel hati
CD 117 (KIT) untuk tumor gastrointestinal stromal
Prostate Spesific Antigen (PSA) untuk kanker prostat
Estrogen dan progesteron mendeteksi sel tumor
CD 20 mengidentifikasi limfoma sel B
CD 3 mengidentifikasi limfoma sel T

Leave a comment

Filed under Uncategorized